| Settore: | Normativa nazionale |
| Data: | 17/05/1988 |
| Numero: | 192 |
| Sommario |
| Art. 1. 1. L'allegato E del decreto del Presidente della Repubblica 10 settembre 1982, n. 889, è sostituito dall'allegato E unito al presente decreto |
§ 98.1.31056 - D.P.R. 17 maggio 1988, n. 192.
Attuazione della direttiva CEE n. 84/319, concernente la ricerca delle trichine all'importazione dai Paesi terzi di carni fresche provenienti da animali domestici della specie suina, ai sensi dell'art. 15 della legge 16 aprile 1987, n. 183.
(G.U. 10 giugno 1988, n. 135, S.O.)
IL PRESIDENTE DELLA REPUBBLICA
Visti gli articoli 76 e 87 della Costituzione;
Vista la
Vista la direttiva CEE n. 84/319, relativa alla ricerca delle trichine all'importazione dai Paesi terzi di carni fresche provenienti da animali domestici della specie suina, indicata nell'elenco B allegato alla
Visto il
Considerato che in data 23 dicembre 1987, ai termini dell'art. 15 della citata
Vista la deliberazione del Consiglio dei Ministri, adottata nella riunione del 6 maggio 1988;
Sulla proposta del Ministro per il coordinamento delle politiche comunitarie, di concerto con i Ministri degli affari esteri, di grazia e giustizia, del tesoro, dell'agricoltura e delle foreste, dell'industria, del commercio e dell'artigianato, del commercio con l'estero e della sanità;
Emana
il seguente decreto:
1. L'allegato E del
Allegato E
CAPITOLO I
Metodi di ricerca delle trichine
I. Esame trichinoscopico
A) Attrezzatura.
Trichinoscopio a lampada incandescente con possibilità d'ingrandimento a 50 e 80-100 volte.
Vetri compressori composti da due lastre di vetro che possono essere compresse l'una sull'altra, una delle quali è divisa in zone uguali; forbici curve, pinzetta, un coltello per tagliare i campioni, un contagocce, un bicchierino contenente acido acetico e uno contenente potassa caustica per chiarificare eventuali calcificazioni o ammollire la carne disseccata.
B) Prelievo dei campioni.
Quando la carcassa è intera, si prelevi un campione della dimensione minima di una nocciola da entrambi i pilastri del diaframma nella zona di transizione tra la parte muscolare e quella tendinea. Quando vi è un solo pilastro di diaframma, si deve prelevare un campione di dimensione doppia. Qualora manchino i due pilastri di diaframma, devono essere prelevati due campioni aventi circa la dimensione di un nocciola nella parte del diaframma vicino alle coste o allo sterno o dai muscoli linguali o dal massetere oppure dai muscoli addominali.
Per le carni in pezzi: da ciascun pezzo tre campioni di muscoli scheletrici, contenenti poco grasso, se possibile della dimensione di una nocciola, e prelevati a dei punti diversi, per quanto possibile presso alle ossa o ai tendini.
C) Procedura.
Da ciascuno dei campioni di cui sopra, l'analista deve tagliare, nel caso di carcasse in cui esistono i due pilastri di diaframma, 7, quindi complessivamente 14, e se esiste un solo pilastro di diaframma, 14 pezzettini della dimensione di un chicco d'avena da diverse parti, possibilmente nella zona intermedia tra muscolo e tendine e comprimerli tra le lastre del vetro compressore in modo che si possano leggere chiaramente, attraverso i preparati, i consueti caratteri di stampa. Se la carne dei pezzi da esaminare è secca e vecchia, i preparati devono essere immersi, prima della compressione, per 10-20 minuti in una lisciva di potassa caustica diluita con il volume doppio di acqua.
Se per il prelievo dei campioni, devono essere utilizzati nelle carcasse la parte del diaframma vicino alle coste o allo sterno, i muscoli linguali o il massetere oppure i muscoli addominali, da ciascun campione si devono tagliare 14, è cioè complessivamente 28 pezzettini aventi la dimensione di un chicco d'avena.
Da ciascuno dei campioni prelevati dalle carni in pezzi, il controllore delle trichine deve sezionare 4 pezzettini della dimensione di un chicco d'avena, cioé complessivamente 12 pezzettini.
L'esame trichinoscopico deve svolgersi in modo che ciascun preparato si possa esaminare lentamente e accuratamente. Se, nel corso dell'analisi al trichinoscopio, si rilevano posti sospetti la cui natura non può essere accertata, pure con il massimo ingrandimento del trichinoscopio, bisogna procedere ad un esame al microscopio.
L'esame al microscopio deve essere effettuato in modo che ciascun preparato possa essere esaminato lentamente e accuratamente con un ingrandimento di 30-40 volte.
In caso dubbio, l'esame va proseguito con altri campioni e preparati, se necessario con ingrandimenti più forti, finché si ottiene lo schiarimento. Per l'esame trichinoscopico occorrono almeno tre minuti.
Nell'utilizzazione dei campioni sostitutivi prelevati dalla parte del diaframma vicina alle coste o allo sterno, dai muscoli linguali o da massetere oppure dai muscoli addominali, l'esame trichinoscopico deve durare almeno sei minuti.
Il tempo minimo fissato per l'esame non comprende il tempo necessario per il prelievo dei campioni e l'approntamento dei preparati.
L'analista non potrà esaminare al trichinoscopio generalmente più di 840 pezzettini al giorno, eccezionalmente può arrivare a 1050.
II. Metodo della digestione artificiale
A) Attrezzatura e materiale.
1) Coltello per il prelievo dei campioni.
2) Piccoli recipienti chiudibili numerati per la conservazione dei campioni, se del caso sino alla ripetizione dell'esame.
3) Stufa.
4) Imbuto di vetro da 2-3 litri con sostegno e tubo di gomma di raccordo, pinze per staccare il tubo di raccordo.
5) Setaccio di plastica (diametro circa 18 cm, ampiezza delle maglie circa 1 mm).
6) Garza.
7) Tubo a punta saldata.
8) Vaschetta.
9) Tritacarne.
10) Stereomicroscopio (da 15 a 40 ingrandimenti) con adeguata illuminazione.
11) Il liquido di digestione ha la seguente composizione: 10 g di pepsina (80 u/g FIP: Fédération internationale de pharmacie), 5 ml di HCL (almeno 37%), riempire con acqua corrente a 1 l.
B) Prelievo dei campioni.
1) Per le carcasse intere, prelevare un campione di almeno 20 g da un pilastro di diaframma nella zona di transizione tra la parte muscolare e la parte tendinea; qualora non esistano pilastri di diaframma prelevare un campione della stessa dimensione della parte di diaframma vicina alle coste e allo sterno o della lingua o dal massetere oppure dai muscoli addominali.
2) Per le carni in pezzi: prelevare un campione d'almeno 20 g dai muscoli scheletrici, contenente poco grasso e per quanto possibile vicino alle ossa o ai tendini.
C) Metodo.
Per l'esame di un campione collettivo prelevato da dieci suini, da ciascun singolo campione (20 g) viene preso un campione di 10 g. I rimanenti 10 g sono conservati per un eventuale esame isolato.
Dieci campioni di 10 g ciascuno vengono riuniti per un esame collettivo, tritati in un tritacarne (diametro dei fori del disco pari a 2 mm) e messi, senza premere, nel setaccio munito di una garza. Il setaccio è sospeso in un imbuto collegato con un tubo di gomma a punta saldata; l'imbuto è riempito con il liquido di digestione fino alla copertura completa del materiale di analisi. Il rapporto materiale di esame/liquido di digestione deve essere di circa 1 : 20 - 1 : 30.
Dopo un'incubazione di 18-20 ore alla temperatura di 37-39 °C, il tubo aguzzo viene staccato. Eliminare con cura il liquido a galla che si trova nel tubo e raccogliere in una capsula il sedimento che è accuratamente risciacquato. Individuare le trichine con uno stereomicroscopio con ingrandimento 20-40 volte.
In caso di esito positivo o incerto dell'esame di un campione collettivo, si devono analizzare uno alla volta i corrispondenti singoli campioni rimasti, con l'aggiunta di altri 20 g prelevati su ciascun suino, o, nel caso in cui si tratta di carni in pezzi, con l'aggiunta di altri 20 g prelevati su ciascuno dei pezzi, conformemente al capoverso B) sopracitato.
III. Metodo della digestione artificiale su un insieme di prelievi
A) Attrezzatura e reattivi.
1) Coltello e pinzette per il prelievo di campioni.
2) Tritacarne con fori del diametro di 2-3 mm.
3) Matraccio “Erlenmeyer” da 3000 ml, con tappo di gomma o ovatta.
4) Un imbuto separatore conico della capacità di 2000 ml.
5) Un supporto ordinario con base ad A, della lunghezza di circa 28 cm. e barra di 80 cm.
6) Un anello del diametro di circa 10.11 cm, da fissare al supporto.
7) Una morsa a testa piana (23 x 40 mm), da fissare al supporto mediante doppio attacco.
8) Un setaccio (ampiezza della maglia: 177 micron) con diametro esterno di 11 cm, munito di reticella in ottone o in acciaio inossidabile.
9) Un imbuto di diametro interno non inferiore a 12 cm.
10) Cilindri graduali da 100 ml.
11) Un stereomicroscopio (ingrandimento 15-40 volte) dotato di adeguata illuminazione o un trichinoscopio con tavola orizzontale per il compressore dotato di adeguata illuminazione.
12) Qualora venga impiegato il trichinoscopio: vaschetta per il conteggio delle larve. Essa deve essere ricavata da piastre in acrilico dello spessore di 3 mm con le seguenti caratteristiche:
a) il fondo della vaschetta: 180 x 40 mm suddiviso in quadri,
b) lati: 230 x 20 mm,
c) estremità: 40 x 20 mm.
Il fondo e le estremità devono essere inseriti fra i due lati in modo da formare una vaschetta con due piccoli manici ad ambedue le estremità. Il lato superiore del fondo deve essere sollevato di 7-9 mm sul livello di base del quadro formato dalle estremità e dai lati. Le varie parti vanno fissate con un adesivo adatto al materiale.
13) Un corto numero di scatole di Petri del diametro di 9 cm (qualora si impieghi lo stereomicroscopio) con quadrettatura da 10 x 10 mm sul fondo, tracciata con uno strumento appuntito.
14) Alcuni recipienti da dieci litri, da usare per la decontaminazione con un trattamento quale la formalina dell'apparecchiatura, e per il restante succo digestivo nei casi di reperto positivo.
15) Acido cloridrico concentrato (37%).
16) Pepsina della forza di 1:10.000 NF (Us National Formulary) corrispondente a 1.12.500 BP (British Pharmacopoea) corrispondente a: 2.000 FIP (Fédération Internationale de Pharmacie).
17) Una quantità di vassoi che possano raccogliere 50 campioni da circa 2 g ciascuno.
18) Una bilancia che abbia un grado di precisione pari a 0,1 g.
B) Prelievo dei campioni.
1. Per le carcasse intere, prelevare un campione di circa 2 g da un pilastro di diaframma nella zona di transizione tra la parte muscolare e la parte tendinea; qualora non esistano pilastri di diaframma, prelevare un campione della stessa dimensione della parte di diaframma vicina alle coste o allo sterno o dalla lingua o dal matessere oppure dai muscoli addominali.
2. Per le carni in pezzi prelevare un campione di circa 2 g dai muscoli scheletrici, contenente poco grasso e per quanto possibile vicino alle ossa o ai tendini.
C) Metodo.
1-a) Serie completa di campioni (100 campioni per volta). Si asporta circa 1 g da ciascuno dei 100 campioni prelevati dai suini. Il campione collettivo è tritato nel tritacarne.
La carne tritata viene introdotta nel matraccio “Erlenmeyer” da 3 l, unitamente a 7 g di pepsina, circa 2 litri di acqua corrente, a temperatura tra i 40 e 41 °C circa, nonché 25 ml di acido cloridrico concentrato. Si agita la miscela per dissolvere la pepsina.
Il pH soluzione sarà di circa 1,5-2.
Per la digestione, il matraccio “Erlenmeyer” è posto in incubazione a 40-41 °C per circa 4 ore. Il matraccio viene agitato regolarmente durante questo tempo almeno due volte all'ora.
La soluzione digerita è filtrata attraverso il setaccio in un imbuto conico separatore da 2 litri, indi lasciato in riposo sul supporto per almeno un'ora.
Si appellano circa 45 ml in un cilindro graduato, distribuendoli poi uniformemente, in ragione di 15 ml per scatola, in tre scatole di Petri il cui fondo è suddiviso in quadri.
Ogni scatola di Petri è accuratamente esaminata allo stereomicroscopio per vedere se sono presenti larve di trichina.
Se è fatto uso di vaschette di conteggio delle larve, i 45 ml vengono distribuiti in due di tali vaschette e quindi esaminati al trichinoscopio.
Nel deposito, le larve si presentano come organismi arrotolati, simili a molle d'orologio. Esse sono facilmente individuabili e spesso, quando l'acqua è tiepida, svolgono e riavvolgono la loro “spirale”.
I liquidi di digestione devono essere esaminati non appena sono pronti. L'esame non può assolutamente essere rimandato al giorno seguente.
Qualora i liquidi di digestione non siano chiari o non vengano esaminati entro 30 minuti dalla loro preparazione, si procede alla loro chiarificazione come segue. Il campione finale di 45 ml viene versato nel cilindro graduato e lasciato riposare per dieci minuti. Trascorso questo tempo, si prelevano mediante aspirazione 30 ml del liquido supernatante e ai 15 ml rimanenti viene aggiunta acqua di rubinetto fino ad ottenere un volume totale di 45 ml. Dopo un ulteriore periodo di riposo di 10 minuti, vengono nuovamente prelevati mediante aspirazione 30 ml del liquido supernatante e i restanti 15 ml vengono versati in una scatola di Petri o in una vaschetta per il conteggio delle larve per essere esaminati. Lavare il cilindro graduato con 10 ml di acqua di rubinetto; aggiungere il liquido ottenuto al campione nella scatola di Petri o nella vaschetta per il conteggio delle larve ed esaminare.
b) Serie incompleta di campioni (meno di 100 campioni).
Ad una serie completa di 100 campioni si possono aggiungere fino a 15 campioni singoli, da esaminare insieme agli altri. Se il numero di campioni da esaminare è superiore a 15 e inferiore a 100, il liquido di digestione deve essere ridotto proporzionalmente.
2) Qualora le analisi di un campione collettivo forniscano un risultato positivo o dubbio, occorre prelevare da ogni suino un ulteriore campione di 20 g secondo il procedimento di cui al precedente punto b). I campioni di 20 g prelevati da cinque suini vengono riuniti in un campione globale ed esaminati seguendo il metodo sopra descritto. In tal modo verranno esaminati campioni provenienti da 20 gruppi di cinque suini. Qualora venga individuata la presenza di trichine in uno dei campioni globali costituiti dai prelievi su cinque suini, si devono prelevare ulteriori campioni di 20 g da ciascuno dei suini del gruppo ed esaminarli separatamente seguendo il metodo di cui sopra.
IV. Metodo della digestione artificiale assistita meccanicamente a un insieme di prelievi - Tecnica della sedimentazione
A) Apparecchiature e reattivi.
1. Coltello o forbici per il prelievo dei campioni.
2. Vassoi contrassegnati con 50 quadrati, ognuno dei quali sia capace di contenere campioni dell'ordine di 2 g di carne.
3. Miscelatore di laboratorio Stomacher Thermo 3.500.
4. Sacchetti di plastica adatti al miscelatore di laboratorio Stomacher 3.500.
5. Imbuti separatori conici da 2 l, preferibilmente con tappo di sicurezza in teflon.
6. Sostegni, anelli e morsetti.
7. Setacci (ampiezza della maglia 177 micron), del diametro esterno di 11 cm, in retina in acciaio inossidabile.
8. Imbuto con diametro interno non inferiore a 12 cm, per sostenere i setacci.
9. Cilindri graduati da 100 ml.
10. Distributori da 25 ml.
11. Becher della capacità di 3 l.
12. Cucchiaio o verghetta in vetro per agitare il fluido contenuto nel becher.
13. Siringa in plastica e tubo per l'aspirazione.
14. Cucchiaio misuratore da 6 g.
15. Termometro (precisione +/- 0,5 °C) per temperature comprese fra 1 e 100 °C.
16. Vibratore (ad esempio: un rasoio elettrico privato delle testine).
17. Relais capace di inserire e disinserire la corrente a intervalli di un minuto.
18. Trichinoscopio con tavolo orizzontale o stereomicroscopio, con adeguata illuminazione.
19. Qualora venga impiegato il trichinoscopio: vaschetta per il conteggio delle larve.
Essa deve essere ricavata da piastre di acrilico dello spessore di 3 mm con le seguenti caratteristiche:
a) fondo della vaschetta: 180 x 40 mm, suddiviso in quadri,
b) lati 230 x 20 mm,
c) estremità: 40 x 20 mm.
Il fondo e le estremità devono essere inseriti fra i lati, in modo da formare una vaschetta con due piccoli manici ad ambedue le estremità. Il lato superiore del fondo deve essere sollevato da 7-9 mm sul livello di base del quadrato formato dalle estremità e dai lati. Le varie parti vanno fissate con un adesivo adatto al materiale.
20. Qualora si impieghi lo stereomicroscopio: un certo numero di scatole di Petri da 9 cm di diametro, con quadrettatura da 10 x 10 mm sul fondo, tracciata con uno strumento appuntito.
21. Acido cloridrico al 17,5%.
22. Pepsina, della forza a : 1.10.000 NF (US National Formulary)
corrispondente a: 12.500 BP (British Pharmacopoea).
corrispondente a 2.000 FIP (Fédération internationale de pharmacie).
23. Alcuni recipienti da 10 l, da impiegare per la decontaminazione con un trattamento quale la formalina dell'apparecchiatura, e per il rimanente succo digestivo nei casi di risultato positivo.
24. Bilancia della precisione di 0,1 g.
B) Prelievo dei campioni.
1. Per le carcasse intere, prelevare un campione di circa 2 g da un pilastro di diaframma nella zona di transizione fra la parte muscolare e la parte tendinea. Qualora non esistano pilastri di diaframma, prelevare un campione della stessa dimensione dalla parte di diaframma vicina alle coste od allo sterno o dal massetere o dai muscoli addominali.
2. Per le carni in pezzi: prelevare un campione di circa 2 g dai muscoli scheletrici, contenente poco grasso e per quanto possibile vicino alle ossa od ai tendini.
C) Metodo.
1) Procedimento di digestione.
a) Serie completa di campioni (100 campioni per volta):
1. adattare un doppio sacchetto di plastica al miscelatore di laboratorio Stomacher 3.500 e regolare la temperatura su 40-41 °C
2. versare nel sacchetto interno di plastica 1,5 litri di acqua a 32 °C, e portarla alla temperatura di 40-41 °C
3. aggiungere all'acqua contenuta nello Stomacher 25 ml di acido cloridrico al 17,5%;
4. aggiungere 100 campioni da 1 g circa alla temperatura di 25 -30 °C , prelevati da ciascuno dei campioni singoli secondo le indicazioni del punto b);
5. aggiungere infine 6 grammi di pepsina. L'ordine delle aggiunte deve essere rispettato rigorosamente per evitare la decomposizione della pepsina;
6. azionare lo Stomacher lasciando pestare il contenuto del sacchetto per 25 minuti;
7. togliere il sacchetto di plastica dallo Stomacher e filtrare il liquido di digestione attraverso il setaccio, raccogliendo il liquido in un becher da 3 litri;
8. lavare il sacchetto di plastica con 100 ml circa d'acqua, da impiegare poi per risciacquare il setaccio e da aggiungere infine al filtrato contenuto nel becher.
Ad una serie completa di 100 campioni si possono aggiungere fino a 15 campioni singoli, da esaminare insieme agli altri.
b) Serie incompleta di campioni (meno di 100 campioni):
1. adattare un doppio sacchetto di plastica al miscelatore di laboratorio Stomacher 3.500 e regolare la temperatura su 40-41 °C
2. preparare il liquido di digestione miscelando circa un litro e mezzo d'acqua con 25 ml di acido cloridrico all'1,5%.
Aggiungere poi 6 g di pepsina e mescolare il tutto, alla temperatura di 40-41 °C. L'ordine di queste aggiunte deve essere rispettato rigorosamente per evitare la decomposizione della pepsina;
3. prelevare un volume di liquido di digestione corrispondente a 15 ml per grammo di campione (per 30 campioni, ad esempio, il volume sarà 30 x 15 = 450 ml) e trasferito nel più interno dei due sacchetti di plastica insieme ai campioni di carne da 1 grammo circa (a 25-30 °C) prelevati da ciascuno dei campioni singoli secondo le indicazioni del punto b);
4. versare nel sacchetto esterno acqua alla temperatura di 41 °C circa, fino ad un volume totale di un litro e mezzo nei due sacchetti;
5. azionare lo Stomacher lasciando pestare il contenuto del sacchetto per 25 minuti;
6. togliere il sacchetto di plastica dallo stomacher e filtrare il liquido di digestione attraverso il setaccio, raccogliendo il liquido in un becher da 3 litri;
7. lavare il sacchetto di plastica con 100 ml circa d'acqua, da impiegare poi per sciacquare il setaccio e da aggiungere al filtrato contenuto nel becher.
2) Isolamento delle larve per sedimentazione.
a) Aggiungere al liquido di digestione da 300 a 400 grammi di ghiaccio in fiocchi, scaglie o frammenti, fino a un volume totale di 2 litri circa. Agitare poi il liquido di digestione fino a fusione del ghiaccio. Nel caso delle serie incomplete (vedi punto 1 ii), la qualità di ghiaccio deve essere ridotta di conseguenza;
b) trasferire il liquido di digestione così refrigerato in un imbuto separatore da 2 litri, provvisto di un vibratore su un morsetto addizionale;
c) lasciare sedimentare per 30 minuti nell'imbuto separatore, che deve essere fatto vibrare ad intermittenza, cioè alternando, ad esempio, un minuto di vibrazione con un minuto di pausa;
d) dopo 30 minuti, far defluire rapidamente 60 ml del sedimento in un cilindro graduato da 100 ml (l'imbuto deve essere risciacquato con soluzione detergente dopo l'impiego);
e) dopo aver lasciato riposare i 60 ml di campione per almeno 10 minuti, eliminare il supernatante fino ad un volume residuo di 15 ml, aspirando con una siringa a perdere fino a lasciare un volume di 15 ml nel quale sarà ricercata la presenza delle larve;
f) per l'aspirazione si può impiegare una siringa a perdere provvista di tubo di plastica. La lunghezza del tubo deve essere tale che nel cilindro di misura rimangano 15 ml di liquido mentre le falange della siringa poggiano sul bordo del cilindro stesso;
g) versare i 15 ml restanti in una vaschetta per il conteggio delle larve o in due scatole di Petri, ed esaminare al trichinoscopio od allo stereomicroscopio;
h) i liquidi di digestione devono essere esaminati non appena sono pronti. L'esame non può assolutamente essere rimandato al giorno seguente.
Qualora i liquidi di digestione non siano chiari o non vengano esaminati entro 30 minuti dalla loro preparazione, si procede alla loro chiarificazione come segue. Il campione finale di 60 ml viene versato nel cilindro graduato e lasciato riposare per dieci minuti. Trascorso questo tempo, si prelevano mediante aspirazione 45 ml del liquido supernatante e ai 15 ml rimanenti viene aggiunta acqua di rubinetto fino ad ottenere un volume totale di 45 ml. Dopo un ulteriore periodo di riposo di 10 minuti, vengono nuovamente prelevati mediante aspirazione 30 ml del liquido supernatante e i restanti 15 ml vengono versati in una scatola di Petri o una vaschetta per il conteggio delle larve per esservi esaminati. Lavare il cilindro graduato con 10 ml di acqua di rubinetto; aggiungere il liquido ottenuto al campione nella scatola di Petri o nella vaschetta per il conteggio delle larve da esaminare.
3) Qualora le analisi di un campione collettivo forniscano un risultato positivo o dubbio, occorre prelevare da ogni suino un ulteriore campione di 20 g secondo il procedimento di cui al precedente punto b). I campioni di 20 g prelevati da cinque suini vengono riuniti in un campione globale ed esaminati seguendo il metodo sopra descritto. in tal modo verranno esaminati campioni provenienti da 20 gruppi di cinque suini. Qualora venga individuata la presenza di trichine in uno dei campioni globali costituiti dai prelievi su cinque suini, si devono prelevare ulteriori campioni di 20G da ciascuno dei suini del gruppo ed esaminati separatamente seguendo il metodo di cui sopra.
V. Metodo della digestione artificiale assistita meccanicamente su un insieme di prelievi - Tecnica di isolamento sul filtro
A) Apparecchiature e reattivi.
Come indicato nel metodo IV, punto A).
Ulteriore attrezzatura:
1. 1 imbuto Gelman da un litro, con un portafiltro (diametro del portafiltro: 45 mm);
2. dischi filtrati, consistenti in:
una reticella circolare di acciaio inossidabile, con maglie dell'ampiezza di 35 micron. Il diametro delle reticella deve essere di 45 mm;
due anelli di gomma, ricavati da un foglio dello spessore di 1 mm, con diametro esterno di 45 mm e il diametro interno di 38 mm. La reticella metallica circolare deve essere posta fra i due anelli e fissata con un adesivo a due componenti adatto al materiale;
3. beuta da 3 litri, con un tubo laterale per l'aspirazione;
4. pompa di filtrazione;
5. sacchetti di plastica da 80 ml almeno;
6. apparecchio termosaldante per i sacchetti di plastica;
7. Rennilasi, 1:150.000 unità Soxhtel per grammo.
B) Raccolta dei campioni:
Vedi metodo IV, punto B).
C) Metodo.
1. Procedimento di digestione.
a) Serie completa (100 campioni per volta):
Vedi metodo IV, punto C) 1.a);
b) Serie incompleta di campioni (meno di 100 campioni):
Vedi metodo IV, punto C) 1.b).
2. Isolamento delle larve per filtrazione.
a) Aggiungere al liquido di digestione da 300 a 400 grammi di ghiaccio in fiocchi, scaglie o frammenti, fino al volume di 2 litri circa.
In caso di serie meno numerose, ridurre di conseguenza la quantità di ghiaccio;
b) agitare il liquido di digestione fino a fusione del ghiaccio;
c) lasciar riposare il liquido di digestione così refrigerato per almeno 3 minuti, per lasciare alle larve il tempo di avvolgersi a spirale;
d) montare sulla beuta collegata alla pompa da filtrazione l'imbuto Gelman, con relativo portafiltro e filtro;
e) versare nell'imbuto Gelman il fluido di digestione e filtrare. Verso la fine della filtrazione, il passaggio del liquido di digestione attraverso il filtro può essere aiutato applicando l'aspirazione mediante la pompa. Sospendere l'aspirazione prima che il filtro rimanga secco, cioè quando nell'imbuto rimangono 2.5 ml di liquido;
f) una volta filtrato tutto il liquido di digestione, togliere il disco filtrante e collocarlo in un sacchetto di plastica da 80 ml insieme a 15-20 ml di soluzione di rennilasi (2 g di rennilasi in 100 ml di acqua potabile);
g) sigillare due volte il sacchetto di plastica, collocarlo nello Stomacher per tre minuti, ad esempio mentre esso lavora su una serie completa o incompleta di campioni;
h) dopo tre minuti, aprire con un paio di forbici il sacchetto di plastica completo di disco filtrante e soluzione di rennilasi e versare il liquido in una vaschetta per il conteggio delle larve o in una scatola di Petri, in vista dell'esame allo stereomicroscopio;
i) i fluidi di digestione devono essere esaminati non appena sono pronti. L'esame non può assolutamente essere rimandato al giorno seguente.
Nota:
I dischi filtranti non devono essere mai impiegati se non sono perfettamente puliti.
I dischi sporchi non devono mai essere lasciati essiccare.
I dischi filtranti possono essere puliti lasciandoli per una notte in una soluzione di rennilasi. Prima d'impiego, devono essere lavati nello Stomacher in una soluzione di rennilasi.
3. Qualora le analisi di un campione collettivo forniscano un risultato positivo o dubbio, occorre prelevare da ogni suino un ulteriore campione di 20 g secondo il procedimento di cui al precedente punto b). I campioni di 20 g prelevati da cinque suini vengono riuniti in un campione globale ed esaminati seguendo il metodo sopra descritto. In tal modo verranno esaminati seguendo il metodo sopra descritto. In tal modo verranno esaminati campioni provenienti da 20 gruppi di cinque suini. Qualora venga individuata la presenza di trichine in uno dei campioni globali costituiti dai prelievi su cinque suini, si devono prelevare ulteriori campioni di 20 g da ciascuno dei suini del gruppo ed esaminarli separatamente seguendo il metodo di cui sopra.
VI. Metodo della digestione su un insieme di prelievi ricorrendo all'agitazione magnetica
A) Apparecchiature e reattivi.
1. Coltelli e pinzette per il prelievo dei campioni.
2. Vassoi contrassegnati con 50 quadrati, capaci di contenere campioni dell'ordine di 2 g di carne.
3. Sminuzzatori Moulinette.
4. Agitatori con piastra di riscaldamento termostabile e barretta agitatrice ricoperta da teflon della lunghezza di 5 cm circa.
5. Imbuti separatori conici da 2 litri.
6. Sostegni, anelli e morsetti.
7. Setacci (ampiezza della maglia 177 micron) in retina inossidabile, del diametro esterno di 11 cm.
8. Imbuti con diametro interno non inferiore a 12 cm, per sostenere i setacci.
9. Becher della capacità di 3 litri.
10. Cilindri graduati da 50 ml o tubi di centrifuga.
11. Trichinoscopio con tavolo orizzontale o stereomicroscopio con illuminazione adeguata.
12. Qualora venga impiegato il trichinoscopio, vaschetta per il conteggio delle larve. Essa deve essere ricavata da piastre in acrilico dello spessore di 3 mm con le seguenti caratteristiche:
a) fondo della vaschetta: 180 x 40 mm, suddivisa in quadri;
b) lati: 230 x 20;
c) estremità: 40 x 20 mm.
Il fondo e le estremità devono essere inserite fra i due lati, in modo da formare una vaschetta con due piccoli manici ad ambedue le estremità.
Il lato superiore del fondo deve essere sollevato di 7-9 mm sul livello di base del quadro formato dalle estremità e dai lati. Le varie parti vanno fissate con un adesivo adatto al materiale.
13. Qualora venga impiegato lo stereomicroscpio: un certo numero di scatole di Petri da 9 cm di diametro con quadrettatura da 10 x 10 mm sul fondo tracciato con un o strumento appuntito.
14. Foglio di alluminio.
15. Acido cloridrico al 25%.
16. Pepsina, della forza di 1:10.000 NF (US National Formulary):
corrispondente a: 1.12.500 BP (British Pharmacopoea);
corrispondente a: 2.000 FIP (Fédération international de pharmacie).
17. Acqua di rubinetto riscaldata alla temperatura di 46-48 °C.
18. Un certo numero di secchi da 10 litri, da impiegare per la decontaminazione con un trattamento quale la formalina dell'apparecchiatura, e per il rimanente succo digestivo nei casi di risultato positivo.
19. Bilancia della precisione di 0,1 g.
B) Prelievo dei campioni.
1. Per le carcasse intere, prelevare un campione di circa 2 g da un pilastro di diaframma nella zona di transizione fra la parte muscolare e la parte tendinea. Qualora non esistano pilastri di diaframma, prelevare un campione della stessa dimensione dalla parte di diaframma vicina alle coste od allo sterno, o dal massetere o dai muscoli addominali.
2. Per le carni in pezzi: prelevare un campione di circa 2 g dai muscoli scheletrici, contenente poco grasso e per quanto possibile vicino alle ossa od ai tendini.
C) Metodo.
1. a) Serie completa (100 campioni alla volta).
1. Trattare nello sminuzzatore Moulinette 100 campioni da 1 g circa, prelevati da ciascuno dei campioni singoli secondo le indicazioni del punto b). Lo sminuzzatore deve essere azionato 3-4 volte, per un secondo circa ogni volta;
2. trasferire la carne sminuzzata in un becher da 3 litri e cospargerla con 10 g di pepsina. Versare bel becher 2 litri di acqua potabile a 46-48 °C, insieme a 16 ml di acido cloridrico;
3. immergere ripetutamente la parte sminuzzante del moulinette nel liquido detergente contenuto nel becher, per eliminare il materiale da esaminare che ancora vi aderisce;
4. introdurre nel bacher la sbarretta agitatrice e coprire il becher con foglio d'alluminio;
5. porre il becher sulla piastra riscaldante dell'agitatore magnetico, previamente portata a temperatura, e cominciare l'agitazione. Prima dell'avvio, l'agitatore magnetico deve essere regolato in modo da mantenere una temperatura costante di 44-46 °C per tutto il periodo di funzionamento. Durante l'intero processo di agitazione, il liquido di digestione deve ruotare a velocità abbastanza elevata da formare un profondo vortice al centro, ma senza dar luogo a spruzzi;
6. agitare il liquido di digestione per 30 minuti, alla fine dei quali estrarre l'apparecchio e trasferire il fluido nell'imbuto separatore per la sedimentazione, filtrandolo attraverso un setaccio;
7. lasciare riposare per 30 minuti il liquido di digestione nell'imbuto;
8. dopo 30 minuti, spillare rapidamente 40 ml di liquido, raccogliendo nel cilindro graduato o nel tubo da centrifuga;
9. Lasciare riposare i 40 ml di liquido per 10 minuti, trascorsi i quali aspirare il supernatante, lasciando un volume di 10 ml;
10. il campione rimanente di 10 ml di sedimento viene versato in una vaschetta per il conteggio delle larve o in una scatola di Petri;
11. risciacquare il cilindro graduato o il tubo da centrifuga con circa 10 ml di acqua potabile, che deve essere aggiunta al campione nella vaschetta per la conta delle larve o nella scatola di Petri. Successivamente, esaminare al trichiscopio o allo stereomicroscopio.
I liquidi di gestione devono essere esaminati non appena son pronti. L'esame non può assolutamente essere rimandato al giorno seguente. Qualora i liquidi di digestione non vengano esaminati entro 30 minuti dalla loro preparazione, si procede alla loro chiarificazione come segue. Il campione di circa 40 ml viene versato nel cilindro graduato e lasciato riposare per dieci minuti. Trascorso questo tempo, si prelevano 30 ml del liquido supernatante lasciando un volume di 10 ml. A questo volume viene aggiunta acqua di rubinetto fino ad ottenere un volume di 10 ml. A questo volume viene aggiunta acqua di rubinetto fino ad ottenere un volume totale di 40 ml. Dopo un ulteriore periodo di riposo di 10 minuti vengono prelevati 30 ml del liquido supernatante mediante aspirazione, lasciando un volume di 10 ml al fine dell'esame in una scatola di Petri o lasciando un volume di 10 ml al fine dell'esame in una scatola di Petri o in una vaschetta per il conteggio delle larve. Lavare il cilindro graduato con 10 ml di acqua di rubinetto; il liquido ottenuto deve essere aggiunto al campione della scatola di Petri o nella vaschetta per il conteggio delle larve per esservi esaminate.
Se il sedimento non risulta chiaro all'esame, il campione deve essere versato in un cilindro graduato e il suo volume portato a 40 ml con l'aggiunta di acqua di rubinetto. Seguire poi il metodo di cui sopra.
b) Serie incompleta di campioni (meno di 100 campioni).
Qualora necessario, 15 campioni da 1 g ciascuno possono essere aggiunti ad una serie completa di 100 campioni per essere esaminati nello stesso tempo secondo il metodo indicato al punto c) 1i). Se i campioni sono più di 15, essi devono essere esaminati come una serie completa. Nel caso di serie che hanno al massimo 50 campioni, il liquido di digestione può essere ridotto ad 1 litro.
2. Qualora le analisi di un campione collettivo forniscano un risultato positivo o dubbio, occorre prelevare da ogni suino un ulteriore campione di 20 g secondo il procedimento di cui al precedente punto b). I campioni di 20 g prelevati da cinque suini vengono riuniti in un campione globale ed esaminati seguendo il metodo sopra descritto. In tale modo verranno esaminati campioni provenienti da 20 gruppi di cinque suini. Qualora venga individuata la presenza di trichine in uno dei campioni globali costituiti dai prelievi su cinque suini, si devono prelevare ulteriori campioni di 20 g da ciascuno dei suini del gruppo ed esaminarli separatamente seguendo il metodo di cui sopra.
VII. Metodo di digestione automatica per gruppi di campioni fino a 35 grammi
a) Attrezzature e reattivi
— Coltello o forbici per il prelievo dei campioni
— Vassoi contrassegnati con 50 quadrati, ognuno dei quali sia capace di contenere campioni dell'ordine di 2 g di carne
— Miscelatore Trichomatic 35 munito di dispositivo di filtrazione
— Acido cloridrico all'8,5% ± 0,5% in peso
— Membrane filtranti trasparenti e policarbonati del diametro di 50 mm e con maglie dell'ampiezza di 14 micron
— Pepsina, della forza di 1 : 10.000 NF (U.S. National Formulary); corrispondente a 1 : 12.500 BP (British Pharmacopoea); corrispondente a 2.000 FIP (Fédération internationale de pharmacie)
— Bilancia della precisione di 0,1 g
— Pinzette a punta piatta
— Vetrini da microscopio con lato di almeno 5 cm o scatole di Petri del diametro di almeno 6 cm, con quadrettatura da 10 x 10 mm sul fondo, tracciata con uno strumento appuntito
— (Stereo)microscopio a luce trasmessa (ingrandimento 15–60 volte) o trichinoscopio con tavolo orizzontale
— Recipiente per la raccolta dei liquidi di scarico
— Recipiente da 10 litri, da usare per la decontaminazione delle apparecchiature con un trattamento quale la formalina e per il restante succo digestivo nei casi di risultato positivo.
b) Prelievo dei campioni
1. Per le carcasse intere, prelevare un campione di circa 2 g da un pilastro di diaframma nella zona di transizione tra la parte muscolare e la parte tendinea; qualora non esistano pilastri di diaframma, prelevare un campione nella stessa dimensione dalla parte di diaframma vicina alle coste o allo sterno o dal massetere o dai muscoli addominali.
2. Per le carni in pezzi, prelevare un campione di circa 2 g dai muscoli scheletrici, contenente poco grasso e per quanto possibile vicino alle ossa o ai tendini.
c) Metodo
1. Procedimento di digestione
— Sistemare il miscelatore con il dispositivo di filtrazione, collegare il tubo di scarico e dirigerlo verso il recipiente apposito.
— Quando viene attivato il miscelatore, inizia il riscaldamento.
— Prima dell'avvio, aprire e chiudere la valvola inferiore che si trova sotto la camera di reazione.
— Aggiungere un massimo di 35 campioni da 1 g circa (alla temperatura di 25–30 °C), prelevati da ciascuno dei singoli campioni secondo le indicazioni della lettera b). Accertarsi che vengano asportati i pezzi più grandi di tendini per evitare che ostruiscano la membrana filtrante.
— Versare acqua sul bordo di una camera per liquidi collegata al miscelatore (circa 400 ml).
— Versare circa 30 ml di acido cloridrico (8,5%) sul bordo della camera per liquidi più piccola collegata.
— Collocare una membrana filtrante sotto il filtro grossolano nel portafiltro del dispositivo di filtrazione.
— Aggiungere infine 7g di pepsina. L'ordine delle aggiunte deve essere rigorosamente rispettato per evitare la decomposizione della pepsina.
— Chiudere i coperchi della camera di reazione e delle camere per liquidi.
— Selezionare la durata della digestione: periodo di digestione breve (5 minuti) per i campioni di suini in età normale di macellazione e periodo di digestione prolungato (8 minuti) per gli altri campioni.
— Il distributore automatico si mette in moto quando viene attivato il pulsante di avviamento del miscelatore e la digestione procede automaticamente con la successiva filtrazione. Il procedimento si conclude dopo 10–13 minuti e si arresta automaticamente.
— Aprire il coperchio della camera di reazione dopo essersi accertati che la camera è vuota. Qualora la camera contenga ancora schiuma o resti del liquido di digestione, ripetere il procedimento secondo le indicazioni della lettera c, punto 4.
2. Isolamento delle larve
— Smontare il portafiltro e collocare la membrana filtrante su un vetrino o in una scatola Petri.
— Esaminare la membrana filtrante al microscopio o al trichinoscopio.
3. Pulitura delle apparecchiature
— Se il risultato è positivo, riempire con acqua bollente i 2/3 della camera di reazione del miscelatore. Versare normale acqua corrente nella camera per liquidi collegata fino a coprire il sensore di livello inferiore. Svolgere quindi il programma di pulitura automatica. Decontaminare il portafiltro e le apparecchiature restanti, ad esempio mediante trattamento al formolo.
— Al termine della giornata lavorativa, riempire d'acqua la camera per liquidi del miscelatore ed eseguire un programma standard.
4. Impiego di membrane filtranti
— una membrana filtrante di policarbonato non può essre utilizzata più di cinque volte. Dopo ogni impiego essa deve essere girata e controllata per individuare eventuali danni che la renderebbero inadattaad un ulteriore uso.
5. Metodo da applicare quando la digestione è incompleta e rende impossibile la filtrazione
Al termine del procedimento automatico nel miscelatore secondo le indicazioni della lettera c, punto 1, aprire il coperchio della camera di reazione e verificare se vi restano schiuma o liquido di digestione. Se tale è il caso, seguire la seguente procedura:
— chiudere la valvola inferiore sotto la camera di reazione;
— smontare il portafiltro e collocare la membrana filtrante su vetrino o in una scatola Petri;
— rimontare il portafiltro dopo avervi collocato una nuova membrana filtrante;
— versare acqua nella camera per liquidi del miscelatore fino a coprire il sensore di livello inferiore;
— eseguire il programma di pulitura automatica;
— al termine del programma di pulitura, aprire il coperchio della camera di reazione e verificare se vi resta ancora del liquido;
— se la camera è vuota, smontare il portafiltro e posare con una pinzetta la membrana filtrante su un vetrino o in una scatola Petri;
— esaminare secondo le indicazioni della lettera c, punto 2, le due membrane filtranti. Se non possono essere esaminate, ripetere l'intero procedimento di digestione prolungando il periodo di digestione secondo le indicazioni della lettera c, punto 1.
6. Qualora le analisi di un campione collettivo forniscano un risultato positivo o dubbio, occorre prelevare da ogni suino un altro campione di 20 g secondo il procedimento di cui alla precedente lettera b). Questi campioni vengono analizzati individualmente secondo il metodo sopra descritto”.
CAPITOLO II
Requisiti imposti ai laboratori per la ricerca delle trichine
1) I laboratori per la ricerca delle trichine devono trovarsi nella vicinanza immediata dei locali di macellazione dei suini e disporre almeno di:
a) un locale adeguatamente attrezzato, che possa essere chiuso a chiave, destinato al confezionamento dei preparati, con pareti lisce rivestite o verniciate fino all'altezza di 2 m con materiale lavabile e chiaro. Si dovrà predisporre un locale di preparazione per ciascun metodo di esame utilizzato;
b) un locale di ricerca adeguatamente attrezzato, che possa essere chiuso a chiave e che possa essere oscurato qualora si utilizzi il trichinoscopio;
c) dispositivi che assicurino un'aerazione adeguata e, se necessario, un impianto di climatizzazione che permetta di mantenere costantemente la temperatura ambientale sotto ai + 25 °C
d) illuminazione naturale o artificiale sufficiente, che non alteri i colori; va evitata un'irradiazione solare intensa;
e) nel locale di preparazione, impianti sufficienti per la pulizia e la disinfezione delle mani;
f) se necessario, un impianto di refrigerazione per la conservazione dei campioni di carni;
g) un locale per la pulizia e la disinfezione degli strumenti d'esame (ad esempio contenitori per il deposito dei campioni, vetri compressori, coltelli e forbici) con:
1) pavimenti in materiali impermeabili e imputrescibili, facili da pulire e disinfettare;
2) pareti lisce, rivestite o verniciate con materiale lavabile e chiaro fino all'altezza di almeno 2 m.
Tale disposizione non è applicabile quando vengono utilizzati i metodi di cui ai punti II, III, IV, V, VI del presente allegato, purché i laboratori dispongano di un grande acquaio adeguatamente piombato;
h) spogliatoi, lavabi e locali di soggiorno nonché latrine a sciacquone;
i) lavabi alimentati con acqua corrente calda e fredda, potabile, e provvisti di prodotti per la pulizia e la disinfezione, nonché di asciugamani da utilizzare una sola volta;
l) recipienti a tenuta stagna, resistenti alla corrosione, muniti di coperchio a chiusura ermetica tale da impedire qualsiasi prelevamento non autorizzato del contenuto, destinati ad accogliere i resti di campioni;
m) impianti che forniscano in qualità sufficiente acqua potabile calda e fredda;
n) un dispositivo per l'evacuazione delle acque di scarico che risponda alle norme previste per il riconoscimento dei macelli;
o) adeguati dispositivi di protezione contro gli animali indesiderabili (insetti, roditori, ecc.).
CAPITOLO III
Disposizioni relative al personale, ai locali, alle attrezzature ed agli strumenti dei laboratori per la ricerca delle trichine
2) E' sempre richiesta la massima pulizia del personale addetto al laboratorio, dei locali dell'attrezzatura e degli strumenti:
a) in particolare, il personale deve indossare abiti da lavoro puliti e deve lavarsi le mani più volte nel corso di una giornata di lavoro, oltre che ad ogni ripresa del lavoro;
b) nessun animale deve essere ammesso nei laboratori per la ricerca delle trichine;
c) il materiale e gli strumenti di lavoro devono essere sempre in ottimo stato di manutenzione e di pulizia; devono essere puliti e disinfettati con cura più volte nel corso di una giornata di lavoro, nonché alla fine della stessa.
3) L'utilizzazione dell'acqua potabile è d'obbligo per tutti gli usi.
4) Per quanto riguarda lo stato di salute del personale incaricato del prelievo dei campioni al fine d'esame, si applicano le disposizioni dell'allegato B, capitolo IV, n. 11 e n. 12, del
5) I campioni di carni necessari per l'esame e prelevati subito dopo la macellazione devono essere sottoposti immediatamente all'esame nel laboratorio per la ricerca delle trichine del macello.
E' vietato effettuare esami all'interno del macello nel quale gli animali sono stati macellati.
6) Per prevenire l'insorgere della stanchezza e le relative conseguenze, devono essere concessi al personale addetto al controllo brevi periodi di riposo.
CAPITOLO IV
Disposizioni concernenti i trichinoscopi
La concezione e il tipo dei trichinoscopi devono soddisfare ai seguenti requisiti minimi:
1. Semplicità d'impiego.
2. Alta luminosità:
a) deve essere possibile ottenere risultati sicuri del controllo anche in locali non completamente oscurati;
b) quale fonte luminosa si utilizzerà una lampada da proiezione di 100 W (12 v.).
3. Ingrandimento sufficiente:
a) normale ingrandimento di lavoro: 50 volte;
b) ingrandimento da 80 a 100 volte per identificare oggetti non chiaramente identificabili con l'ingrandimento normale.
4. Contrasto:
a qualsiasi ingrandimento si deve avere un'immagine chiara, precisa, a colori netti.
5. Meccanismo di commutazione:
quando si cambia il rapporto di ingrandimento, la compensazione della luminosità dello schermo deve avvenire automaticamente.
6. Aumento del contrasto:
a) il sistema di condensatori deve essere provvisto di un diaframma per la variazione del contrasto che consenta di esaminare accuratamente anche i campioni più difficili;
b) il diaframma deve essere di facile impiego (ad esempio, regolabile mediante levetta fissata sul quadro di comando del trichinoscopio).
7. Agevole messa a fuoco dell'obbiettivo:
a) messa a fuoco rapida mediante anello zigrinato;
b) messa a fuoco di precisione mediante levetta.
8. Regolazione della tensione:
per ottenere la luminosità voluta nella situazione specifica.
9. Guida a senso unico del vetro compressore:
un dispositivo automatico di blocco deve assicurare il passaggio a senso unico del vetro compressore per evitare spostamenti accidentali.
10. Visibilità della superficie di proiezione.
11. Superficie di proiezione:
a) diametro minimo di 54 cm,
b) alto potere riflettente,
c) durevolezza,
d) smontabilità,
e) facilità di pulizia.
CAPITOLO V
Bollatura delle carni che hanno subito l'esame per la ricerca delle trichine
1. La bollatura sanitaria deve essere effettuata sotto la responsabilità del veterinario ufficiale.
A tal fine egli detiene e custodisce:
a) gli strumenti per la bollatura che può consegnare al personale ausiliario soltanto al momento e per il tempo necessario per effettuare la bollatura stessa;
b) i bolli metallici di cui al numero 5. Questi bolli metallici sono consegnati al personale ausiliario al momento in cui sono utilizzati e in numero corrispondente alle necessità.
2. Il bollo deve essere un timbro di forma rotonda, di 2,5 cm di diametro. Sul timbro devono figurare le seguenti indicazioni, in caratteri perfettamente leggibili:
a) verso il centro, la lettera T maiuscola formata da due barre della lunghezza di 1 cm e della larghezza di 0,2 cm;
b) sotto la lettera T predetta, una delle sigle CEE, EEG, EWG, E ∅ F o EEC. Le lettere devono avere un'altezza di 0,4 cm.
3. Le carcasse sono bollate con marchio a inchiostro o a fuoco sulla faccia interna della coscia, in conformità del paragrafo 2.
4. La testa è bollata con un marchio a inchiostro o a fuoco rispondente alle prescrizioni del paragrafo 2.
I pezzi, esclusi quelli esenti da bollatura sanitaria ai sensi dell'allegato B, capitolo X, paragrafo 43, della
5. La bollatura può anche essere effettuata mediante bollo metallico di forma rotonda, non utilizzabile, da fissare su ciascun pezzo o ciascuna carcassa; detto bollo deve essere di materiale resistente e pienamente conforme ai requisiti igienici.
Sul bollo metallico devono figurare le seguenti indicazioni, in caratteri perfettamente leggibili:
a) verso il centro la lettera T maiuscola,
b) sotto la lettera T predetta, una delle sigle CEE, EEG, EWG, E ∅ F o EEC.
Le lettere devono avere un'altezza di 0,2 cm.
6. Sull'etichetta di cui all'allegato B, capitolo X, paragrafo 44, della direttiva di cui al punto 4 deve figurare, oltre al bollo sanitario, un bollo chiaramente leggibile identico a quello previsto al paragrafo 2.
CAPITOLO VI
Trattamento col freddo
I. Metodo 1
1. La carne portata in frigorifero allo stato congelato va conservata in queste condizioni.
2. L'attrezzatura tecnica e la sistemazione del locale refrigeratore debbono essere tali da garantire in tutti i punti del locale e in tutte le parti della carne la temperatura di cui al punto 6, che deve essere raggiunta nel più breve tempo possibile e mantenuta costantemente.
3. Gli imballaggi isolanti eliminati prima della refrigerazione, tranne per le carte che al momento dell'introduzione nel locale frigorifero ha già raggiunto in tute le sue parti la temperatura di cui al punto 6.
4. Le perdite di carne vanno mantenute nel locale frigorifero, separate e sottochiave.
5. Per ogni partita di carne vanno annotati il giorno e l'ora dell'introduzione nel locale frigorifero.
6. La temperatura nel locale frigorifero deve essere almeno di -25 °C, deve essere misurata termoelettricamente con apparecchi tarati e deve essere tenuta sotto registrazione costante. Essa non deve essere misurata direttamente nella corrente d'aria fredda. Gli apparecchi di misura vanno tenuti sotto chiave. I diagrammi devono riportare i numeri corrispondenti del registro delle ispezioni effettuate all'atto dell'importazione, nonché il giorno e l'ora d'inizio e di fine della congelazione, e vanno conservati per un anno.
7. La carne avente diametro o spessore fino a 25 cm va refrigerata ininterrottamente per almeno 240 ore, la carne avente diametro o spessore tra 25 e 50 cm, per almeno 480 ore. La carne avente diametro o spessore superiore, non può essere sottoposta a questo procedimento di refrigerazione. La durata di refrigerazione viene calcolata a partire dal momento in cui il locale frigorifero raggiunge la temperatura di cui al punto 6.
II Metodo 2
Si osservano le disposizioni generali dei paragrafi da 1 a 5 del Metodo 1 e si applicano le seguenti combinazioni di tempo e di temperatura.
1. La carne avente diametro o spessore sino a 15 cm deve essere refrigerata secondo una delle seguenti combinazioni di tempo e di temperatura:
20 giorni a meno 15° C
10 giorni a meno 23° C
6 giorni a meno 20° C.
2. La carne avente diametro o spessore compreso tra 15 e 50 cm deve essere refrigerata secondo una delle seguenti combinazioni di tempo e di temperatura:
30 giorni a meno 15° C
20 giorni a meno 25° C
12 giorni a meno 29° C.
La temperatura nel locale frigorifero non deve superare il livello della temperatura di inattivazione scelta. Essa deve essere misurata termoelettricamente con apparecchi tarati, deve essere tenuta sotto registrazione costante e non deve essere misurata direttamente nella corrente d'aria fredda. Gli apparecchi di misura devono essere conservati sotto chiave. I diagrammi devono riportare i numeri corrispondenti del registro delle ispezioni effettuate all'atto dell'importazione delle carni, nonché il giorno e l'ora di inizio e di fine della congelazione e devono essere conservati per un anno.
III. Metodo 3. Controllo della temperatura al centro delle carni in pezzi.
1. Le seguenti combinazioni di tempo e di temperatura devono essere rispettate quando si controlla la temperatura al centro delle carni in pezzi, fatto salvo quanto previsto ai paragrafi da 2 a 6:
106 ore a meno 18° C
82 ore a meno 21° C
63 ore a meno 23,5° C
48 ore a meno 26° C
35 ore a meno 29° C
22 ore a meno 32° C
8 ore a meno 35° C
ora a meno 37° C.
2. Le carni introdotte già congelate devono essere mantenute in tale stato.
3. Le partite di carni devono essere tenute separate nel locale frigorifero e sotto chiave.
4. Per ogni partita di carne devono essere annotati il giorno e l'ora dell'introduzione nel locale frigorifero.
5. Le apparecchiature tecniche e l'alimentazione energetica del locale frigorifero devono essere tali da garantire che la temperatura di cui al paragrafo 1 venga raggiunta rapidamente e mantenuta in tutte le parti delle carni.
6. La temperatura deve essere misurata termoelettricamente con apparecchi tarati e tenuta sotto registrazione costante. La sonda del termometro deve essere collocata al centro di un pezzo di carne calibrato di dimensioni non inferiori al pezzo di carne più spesso da congelare. Il pezzo di carne suddetto deve essere collacato nel punto meno favorevole del locale frigorifero, non vicino all'impianto di raffreddamento né esposto direttamente alla corrente d'aria fredda. Gli apparecchi di misura devono essere tenuti sotto chiave. I diagrammi devono riportare i numeri corrispondenti del registro delle ispezioni effettuate all'atto dell'importazione delle carni nonché il giorno e l'ora di inizio e di fine della congelazione e devono essere conservati per un anno.
CAPITOLO VII
Ispezione e congelazione delle carni equine
1. Ispezione.
L'ispezione delle carni equine deve essere effettuata secondo uno dei metodi di digestione di cui al capitolo I, fatte salve le modifiche seguenti.
Si prelevano campioni di almeno 10 g dal muscolo linguale o dal massetere. In assenza del muscolo linguale o del massetere, si preleva un campione delle stesse dimensioni da un pilastro del diaframma nella zona di transizione tra la parte muscolare e la parte tendinea. Dal muscolo devono essere tolti il tessuto connettivo e il grasso.
Un campione di 5 g viene digerito ai fini della ispezione qualora si applichi la digestione artificiale su un insieme di prelievi conformemente ai punti dal III al VII del capitolo I. Per ogni digestione, il peso totale del muscolo da esaminare non deve superare i 100 g per le metodiche di cui ai punti III, IV, V e VI del capitolo I, o i 35 g per la metodica di cui al punto VII dello stesso capitolo I.
In caso di esito positivo, si conserva un altro campione di 10 g per un esame indipendente successivo.
2. Congelazione delle carni equine.
Per uccidere le trichine con la congelazione, le carni equine vengono sottoposte ad un trattamento con il freddo secondo uno dei metodi indicati nel capitolo VI.